Livestock Research for Rural Development 31 (7) 2019 Guide for preparation of papers LRRD Newsletter

Citation of this paper

Effet de l’ajout de 2 probiotiques remplaçant des antibiotiques sur les performances du poulet de chair et sur la flore intestinale

R Djezzar, K Benamirouche-Harbi1, D Baazize-Ammi2, N Hezil2, I Gharbi2, S Kebbal2, N Sahraoui2 et D Guetarni3

Ecole Nationale Supérieure Vétérinaire, Rabie Bouchama, Oued - Smar, Alger, Algérie
redjezzar@hotmail.com
1 Centre de Recherche Scientifique & Technique en Analyse physico-chimique, Bou-Ismail. Tipaza, Algérie
2 Institut Vétérinaire de Blida, Université Saad Dahleb, P.O. Box 270, Blida, Algérie
3 Department of Biology, University of Blida, Algeria

Résumé

L’objectif de cette étude est d’évaluer l’effet d’une association de 2 probiotiques (Pediococcus acidilactici et Saccharomyces cerevisiae) additionnés à l’aliment, sur les performances de croissance, la flore intestinale et la mortalité du poulet de chair sur une période de 52 jours. Pour cela, 560 poussins d’un jour d’âge ont été répartis en 2 lots, un lot témoin « T » et un lot expérimental « E », partagés chacun en 10 répétitions homogènes. Un aliment sans probiotique a été distribué aux animaux du lot T alors que ceux du lot E ont consommé un aliment additionné de 2 probiotiques (Pediococcus acidilactici + Saccharomyces cerevisiae). Des antibiotiqueset des sulfamides ont été administrés dans l’eau de boisson pour tous les animaux du lot T systématiquement à J1 et lors d'épisodes pathologiques à J28 et J43. Aucun antibiotique ou sulfamide n’a été administré aux animaux du lot E. L’aliment distribué aux animaux des 2 lots, contenait un anticoccidien naturel à base d’extraits de végétaux (Yucca schidigera et Trigonella foenum graecum). Le poids vif et l’indice de consommation ont été mesurés à la fin de chaque phase d’élevage (J28, J42 et J52) ; la mortalité a été enregistrée quotidiennement et le dénombrement de la flore lactique et des entérobactéries a été effectué à J1, J7, J15, J35, J28, J42 et à J52.

En fin de chaque phase d’élevage: démarrage, croissance et finition, les animaux du lot E ont enregistré respectivement des poids plus élevés (1352g, 2278g et 2650g vs 1045g, 1704g et 2030g ; p < 0,05) et des indices de consommation plus bas (0,82, 2,00 et 2,14 vs 1,12, 2,68 et 2,87 ; p < 0,05) en comparaison au lot T. En fin de phase de finition, le lot E a enregistré un taux de mortalité inférieur par rapport au lot T (3,93% vs 0,71% ; p<0,05). Du début de la 2ème semaine (J15) d’élevage jusqu’à la fin de l’élevage (J52), le dénombrement des flores intestinales révèle une charge en flore lactique plus importante que celle des entérobactéries dans le lot E. En conclusion, la supplémentation avec l’association de Saccharomyces cerevisiae et Pediococcus acidilactici a permis de remplacer les antibiotiques et sulfamides avec l’installation de l’effet probiotique au niveau du tube digestif des animaux dès la fin de la 1ère semaine (J7) jusqu’à la fin de l’élevage, avec un coût moindre, procurant ainsi aux animaux un meilleur état de santé et de bonnes performances de croissance.

Mots-clés: Algérie, bactérie lactique, levure de bière, Pediococcus acidilactici, Saccharomyces cerevisiae, sulfamide, Yucca schidigera, Trigonella foenum graecum


Effects of adding 2 probiotics replacing antibiotics on the performances of broilers and their intestinal flora

Abstract

The objective of this study is to evaluate the effect of a combination of 2 probiotics (Pediococcus acidilactici and Saccharomyces cerevisiae) added to the food on growth performance, intestinal flora and broiler mortality over a period of 52 days under our breeding conditions in Algeria. For this purpose, 560 one-day-old chicks were divided into 2 batches, a control batch "T" and an experimental batch "E" each divided into 10 homogeneous repetition. A probiotic-free feed was distributed to the animals of batch T while those of batch E consumed a food supplemented with 2 probiotics (Pediococcus acidilactici + Saccharomyces cerevisiae). Antibioticsor sulfamids were administered in drinking water for all animals in lot T systematically at D1, and during pathologies at D28 and D43. No antibiotic or sulfamid was administered to the animals in Lot E. The feed distributed to the animals in both lots contained a natural anticoccidial based on plant extracts (Yucca schidigera and Trigonella foenum graecum).

Body weight and consumption index are measured at the end of each rearing phase (D28, D42 and D52), mortality was recorded daily and enumeration of lactic flora and enterobacteria was carried out on D1, D7, D15, D28, D35, D42 and D52. At the end of each rearing phase, start-up, growth and finishing, the animals of lot E recorded respectively higher weights (1352g, 2278g and 2650g vs 1045g, 1704g and 2030g, p <0.05) and lower feed conversion rates (0.82, 2.00 and 2.14 vs 1.12, 2.68 and 2.87 ; p<0.05) compared to lot T.

At the end of the finishing phase, lot E recorded a lower mortality rate compared to lot T (3.93% vs 0.71%; p<0.05). From the beginning of the 2nd week (D15) of breeding until the end of breeding (D52), the enumeration of intestinal flora in lot E reveals a higher lactic flora load than that of enterobacteria.

In conclusion, supplementation with the combination of Saccharomyces cerevisiae and Pediococcus acidilactici allowed to replace antibiotics and sulfamids with the installation of the probiotic effect in the digestive tract of animals from the end of the first week (D7) to the end of breeding, thus providing animals with a better state of health and good growth performance.

Key words: Algeria, chicken, Pediococcus acidilactici, Saccharomyces cerevisiae, sulfamid, Yucca schidigera, Trigonella foenum graecum


Introduction

Devant l’émergence des germes résistants aux antibiotiques utilisés pour soigner des infections humaines ou animales, la Commission européenne a décidé, depuis le 1erjanvier 2006 (CE n° 1831/2003), d’éliminer progressivement et finalement d’interdire la commercialisation et l’utilisation d’antibiotiques comme promoteurs de croissance dans les aliments pour animaux.

En Algérie depuis 2007, leur incorporation dans l’alimentation animale fut interdite par la réglementation (décision ministérielle du 24 décembre 2006). Toutefois, l’interdiction de l’utilisation des antibiotiques comme promoteur de croissance affecte les performances zootechniques, sanitaire et la rentabilité économique des élevages du poulet de chair. Par exemple, en Algérie, le traitement à base de l’association d’amoxicilline et de colistine est très fréquent durant les 5 premiers jours de vie des poussins à cause des omphalites très présentes dans les élevages de poulets de chair.

En conséquence, il est devenu nécessaire de développer des alternatives naturelles telles les probiotiques, les prébiotiques, les enzymes, les extraits de plantes naturelles, les acides organiques et les huiles essentielles (Dorman et Deans, 2000).

Les probiotiques sont des bactéries ou des levures particulières utilisées dans la ration alimentaire. Selon Trufanov et al (2008) et Niderkorn et al (2009), les probiotiques sont capables de contrôler le portage et la dissémination d’agents pathogènes et zoonotiques et améliorent aussi l’efficacité alimentaire et la rentabilité de l’élevage. Les travaux de Simon et al (2001), Vittorio et al (2005), Awaad et al (2005), Vandeplas et al (2009) et Higgins et al (2010) ont montré qu’ils amélioraient aussi les performances zootechniques et sanitaires des volailles.

Dans notre travail antérieur (Djezzar et al 2012), l’addition du probiotique Pediococcus acidilactici seul (une bactérie lactique) à l’alimentation a permis l’installation d’une flore lactique suffisante pour inhiber la flore des entérobactéries à J19. Dans la présente étude, notre objectif est d’évaluer l’effet de l’association de deux probiotiques, en l’occurrence Pediococcus acidilactici et Saccharomyces cerevisiae (levure de bière ou levure de boulanger), additionnés à l’aliment, sur les performances zootechniques et sanitaires du poulet de chair ainsi que sur les flores intestinales: la flore lactique (désirable) et les entérobactéries (pathogènes).


Matériel et méthodes

Animaux, aliments et traitements

Cinq cent soixante poussins (560) d’un jour d’âge d’espèce Gallus gallus domesticus, appartenant à la souche Cobb 500, de sexes mélangés et de poids homogènes, provenant d’un même couvoir, ont été divisés en deux lots (n=280), les lots expérimentaux (E) et témoin (T). Chaque lot a été placé sur une zone comprenant 10 aires de vie de 3,5 m2 chacune constituant10 répétitions. Les 2 zones, situées à l’intérieur d’un bâtiment de 20 m de long x 6 m de large, sont séparées par un couloir de 2,5 m de large offrant ainsi les mêmes conditions d’élevages pour les animaux durant une période de 52 jours.

L’aliment utilisé était de type farineux, à base de maïs, tourteaux de soja, son de blé, phosphate bi-calcique, calcaire et de concentrés minéralo-vitaminés (Tableau 1) et a été produit spécialement pour notre expérimentation sur la base d’une formulation tenant compte des trois phases d’élevage [démarrage (J1-J28), croissance (J29-J42) et finition (J43-J52)].

Tableau 1. Composition du régime alimentaire de base
Ingredients % Démarrage
(J1 à J28)
Croissance
(J29 à J42)
Finition
(J43 à J52)
Maïs 61 61,3 64
Tourteau de soja 48 33 29 25
Son de blé 2,2 6 7,9
Phosphates 1,8 1,5 1,3
Carbonate de calcium 1 1,2 0,8
Prémix 1 1 1
Composition chimique
Energie métabolisable (kcal/kg) 2868 2829 2846
Matières azotées totales % 20,9 19,6 18,2
Méthionine + Cystine % 0,88 0,84 0,81
Lysine % 1,15 1,05 0,95
Méthionine% 0,49 0,48 0,46
Tryptophane % 0,24 0,22 0,20
Thréonine % 0,77 0,71 0,66
Cendres % 5,25 5,15 4,48
Calcium % 0,91 0,92 0,70
Phosphate disponible % 1,00 0,94 0,88
Sodium % 0,13 0,13 0,13
Cellulose % 3,480 3,63 3,66

Les animaux du lot E recevaient une eau de boisson exempte de tout antibiotique et un aliment additionné de deux probiotiques en l’occurrence un lyophilisat de Pediococcus acidilactici MA18/5M (Bactocell®, Lallemand France) à raison de 100 ppm (concentration de 109 UFC/g) et un lyophilisat de Saccharomyces cerevisiae CNCM I-1077 (Levucell® SC, Lallemand France) à raison de 200 g/tonne d’aliment. Aucun antibiotique ou sulfamide n’a été administré aux animaux du lot E.

Les animaux du lot T recevaient le même aliment mais sans probiotique. A la mise en place du lot T, une association d’antibiotiques (amoxicilline + colistine) a été administrée systématiquement, puis vers la fin de la phase de démarrage (J28), un antibiotique à large spectre, a été administré en l’occurrence, l’enrofloxacine à la dose de 10 mg par kg de poids vif. Un autre traitement a été aussi instauré à J43 à base d’une association de sulfamides (triméthoprime + sulfadiazine)à la dose de 25 mg de sulfadiazine et 5 mg de triméthoprime par kg de poids vif. Ces deux traitements (à J28 et J43) ont été administrés à tous les animaux du lot T suite à la pose d’un diagnostic clinique.Le choix de ces antibiotiques a varié selon la disponibilité de ces derniers sur le marché du médicament en Algérie. La prévention anticoccidienne pour les 2 lots a été assurée par l’ajout à l’aliment de l’anticoccidien "Norponin XO®" (NOR-FEED Sud, France) à base d’extraits de végétaux "Yucca schidigera et Trigonella foenum graecum" à raison de 0,5kg/T.

Mesures
  1. Performances de croissance

Le poids vif moyen et l’indice de consommation ont été mesurés à la fin de chaque phase d’élevage (J28, J42 et J52). La mortalité a été relevée chaque jour et une autopsie a été réalisée systématiquement sur chaque cas.

  1. Dénombrement de la flore lactique et des entérobactéries

Pour les prélèvements au niveau du tube digestif, nous avons fait appel à une méthode d’échantillonnage dite échantillonnage stratifié. Pour ce faire, à l’intérieur de chacune des répétitions des 2 lots, on a effectué un prélèvement de masse intestinale pris à partir d’un poulet d’une façon aléatoire, à J1, J7 J15, J28, J35, J42 et à J52. Vingt-cinq (25) grammes de la masse intestinale ont été additionnés de 225 ml de bouillon Tryptone sel eau (TSE) et homogénéisés dans un appareil Stomatcher®400. A partir de la suspension obtenue, nous avons réalisé une série de dilutions décimales (10-2,10-3, …10-8). Ces dilutions ont servi à la recherche de la flore lactique et des entérobactéries. Pour le dénombrer la flore lactique, 0,1 ml de chaque dilution a été ensemencé à la surface d’une gélose MRS par étalement et incubé à 37°C pendant 48 heures. Les boites retenues ont été celles contenant des colonies typiques comprises entre 15 et 150 colonies. Pour le décompte des entérobactéries, 1 ml de chaque dilution a été déposé dans une boîte de Pétri, puis nous avons ajouté de la gélose VRBG (gélose glucosée biliée au cristal violet et au rouge neutre) stabilisée. Après solidification, les boîtes ont été incubées à 37 °C pendant 24 h à 48 h. Les boites retenues étaient celles contenant des colonies typiques comprises entre 15 et 300 colonies.

Analyse statistique

Toutes les données recueillies ont été saisies dans une base informatique Excel 2010. La vérification et le traitement statistique ont été effectués sur StatView (Abacus Concepts, 1996, Inc., Berkeley, CA94704-1014, USA). Les résultats ont été décrits par la moyenne et l’erreur standard de la moyenne (SEM). Pour déterminer l’effet des 2 probiotiques (Pediococcus acidilactici + Saccharomyces cerevisiae) sur les paramètres zootechniques, les résultats enregistrés ont été soumis à un test de normalité vérifiée par le test de Shapiro-Wilk. L’homogénéité des variances a été testée par le test de Fisher (α = 0,05) et une analyse de variance à un facteur (ANOVA 1). Les différences ont été considérées comme significatives avec un risque d’erreur de 5%.


Résultats et discussion

Effet des probiotiques sur les performances zootechniques

L’effet des probiotiques sur les performances de croissance des animaux est rapporté dans le Tableau 2. Le poids vif moyen enregistré chez les sujets du lot E a été sensiblement meilleur (p < 0,05) que celui des sujets du lot T à la fin de chaque phase d’élevage.

Cet effet positif (gain de poids) nous permet de suggérer une meilleure santé du tube digestif des animaux probablement soumis à une flore digestive plus performante. Cette amélioration du gain de poids a été aussi bien constatée par Kalavathy et al (2003) chez des poulets de chair nourris avec un mélange de différentes souches de Lactobacillus durant les 6 semaines d’élevage que par Awad et al (2009) chez des poulets nourris avec un aliment supplémenté en probiotiques (une combinaison de Lactobacillus sp hétérofermentaire et homofermentaire).

Par ailleurs, Mountzouris et al (2007) ont montré que l'administration d’un probiotique multibactérien (Lactobacillus reuteri, Enterococcus faecium, Bifidobacterium, Pediococcus acidilactici et Lactobacillus salivarius) ajouté à l’eau et à l’aliment présentait un effet positif sur la croissance similaire à celui du traitement avec l'avilamycine. Des gains de poids corporel ont été aussi observés par BalamuralikrisTruszczyński et al (2017) chez le poulet de chair par l’addition à l’aliment de deux associations différentes de probiotiques. En effet des gains de poids significativement meilleurs ont été enregistrés chez des poulets ayant reçu dans l’eau de boisson une association de probiotiques (Saccharomyces cerevisiae, Enterococcus faecium, Lactobacillus acidophilus, Bifidobacterium longum, Bifidobacterium thermophilum, Streptococcus faecium, Bacillus subtilis) par rapport aux poulets du lot témoin (sans probiotique) (Ledezma-Torres et al 2014).

L’indice de consommation réalisé par les animaux du lot E a été significativement inférieur (p<,05) à celui réalisé par le lot T pour les trois phases d’élevage (Tableau 2). De même, les travaux de Chavez et al (2016) ont montré une meilleure conversion alimentaire et une meilleure croissance chez le poulet, par l’administration, dans l’eau de boisson, d’un mélange de probiotiques (Lactobacillus casei, Lactobacillus acidophilus et Enterococcus faecium). Les travaux de Manafi et al (2018) révèlent aussi que les poulets de chair consommant un aliment additionné de probiotiques contenant quatre espèces de Bacillus et Saccharomyces boulardii présentaient les meilleurs poids et la meilleure conversion alimentaire par rapport à 2 lots expérimentaux (un 1er lot expérimental consommant un aliment additionné uniquement d’un seul probiotique du commerce et un 2ème consommant un régime additionné d’un antibiotique (tétracyclines). Aussi, les travaux de Atela et al (2018) ont enregistré une amélioration des performances de croissance notamment une efficacité de la conversion alimentaire par l’administration, dans l’eau de boisson, d’une association de probiotiques (Bacillus safensis, Bacillus subtilis, Bacillus megaterium et Cupriavidus metallidurans) chez le poulet de souche locale d’Afrique du Sud âgé de 14 semaines.

Tableau 2. Effet des probiotiques sur le poids vif et l’efficacité alimentaire des lots T (n=280) et E (n=280)
Paramètres
de Croissance
Poids vif (g) IC
Lot T Lot E SEM Prob Lot T Lot E SEM Prob
Phases d’élevage
J0 44 44 - - - - - -
J28 1045a 1352b 18 0,018 1,12a 0,82b 0,15 0,027
J42 1704a 2278b 41 0,024 2,68a 2,00b 0,04 0,025
J52 2030a 2650b 63 0,004 2,87a 2,14b 0,14 0,015
Les moyennes dotées de lettres différentes sur la même ligne diffèrent significativement (p< 0,05)
Effet des probiotiques sur la mortalité

Le résultat relatif à l’effet des probiotiques sur la mortalité des sujets est enregistré dans le Tableau 3. Aucune différence significative (p > 0,05) n’a pu être enregistrée pour les deux premières phases d’élevage (démarrage et croissance) entre les deux lots; en revanche à la phase de finition, le taux de mortalité enregistré par le lot E est inférieur à celui du lot T (0,71 % vs 3,93% ; p<0,05). Ces faibles taux de mortalité semblent refléter une meilleure santé des animaux probablement induite par l’effet de l’association des deux probiotiques.

La présence de lésions colibacillaires vraisemblablement conséquentes à des colisepticémies d’origine entériques ou respiratoires (Cf. Figure 1, photos: a + b) mises en évidence à l’autopsie des cadavres au cours de la période de démarrage pour les lots témoin et expérimental (7 et 4, respectivement), pourraient expliquer la mortalité enregistrée. Les lésions observées sur les cadavres du lot expérimental durant les phases de croissance et de finition (3 et 2, respectivement) ne permettent pas de poser le moindre diagnostic (Cf. Figure 1, photos: d + f) ; alors que les lésions observées chez le lot témoin (6 et 11, respectivement) sont typiques de la maladie respiratoire chronique (Cf. Figure 1, photos: c + e). Il est important de remarquer, chez les animaux des deux lots, l’absence de coccidiose clinique, probablement due à l’efficacité de l’ajout à l’aliment de l’anticoccidien naturel à base d’extraits végétaux de Yucca schidigera et Trigonella foenum graecum.

Tableau 3. Mortalité des animaux des lots T (n=280) et E (n=280)
Lots Lot T Lot E
Nombre % Nombre % Prob
Démarrage (J1-J28) 7 2,5 4 1,43 NS
Croissance (J29-J42) 6 2,14 3 1,07 NS
Finition (J43-J52) 11 3,93 2 0,71 0,012
Cumulée (J1-J52) 24 8,6 9 3,2 NS
NS: non significatif avec P > 5 %


Phases d’élevages Lot T Lot E
Démarrage (J1-J28)
a. Aérosacculites fibrineuses b. Légère congestion de la trachée
Croissance (J29-J42)
c. Périhépatite fibrineuse d. Viscères d’apparence saine
Finition (J43-J52)
e. Péricardite, aérosacculites
fibrineuses et caséeuses
+ hépatite fibrineuse
f. Hypertrophie du foie (stéatose)
avec présence de gras
abdominal révélateur d’un bon état d’embonpoint

Figure 1.
Photos des lésions survenues durant l’élevage chez les deux lots
Evolution de la flore lactique et des entérobactéries dans le tube digestif

Les résultats de dénombrement de la flore lactique et des entérobactéries dans les prélèvements de masse intestinale des 2 lots sont rapportés dans le Tableau 4 et la Figure 2.

A la mise en place (J0), les résultats du dénombrement obtenus sur les prélèvements effectués chez les deux lots, avant abreuvement et alimentation des poussins, ont révélé des charges de la flore des entérobactéries de 6,5 log UFC/g et de 6,7 log UFC/g respectivement pour le lot T et le lot E (Tableau 5). Cette importante contamination des poussins ne peut trouver d’explication que par la contamination des couvoirs, des moyens de transport et des conditionnements utilisés. Concernant la flore lactique, nous notons que celle-ci est présente avant la supplémentation en probiotiques. Nous en avons dénombré une charge de 5,8 log UFC/ml similaire pour les deux lots (Tableau 5).

Chez le lot T (Figure 2), une brutale diminution des deux flores a été constatée durant la première semaine de vie des poussins, faisant suite vraisemblablement au traitement instauré à la mise en place. Après la première semaine, les deux flores ont augmenté en charge microbienne jusqu’au 15ème jour.On enregistre alors une légère augmentation des entérobactéries face à la flore lactique qui perdure jusqu’à J28. Après un traitement à base d’un antibiotique ciblant la flore des entérobactéries en l’occurrence l’enrofloxacine, ces derniers régressent. A partir du J35, on a assisté à une augmentation importante des entérobactéries qui culmine vers J42, et suite au traitement instauré à J43, à base d’une association de sulfamides (triméthoprime + sulfadiazine), les 2 flores diminuent ensemble jusqu’à la fin de l’élevage.

Chez le lot E (Figure 2), le dénombrement a permis de mettre en évidence la diminution de la flore des entérobactéries presque linéaire du premier jour (6,7 log UFC/g) jusqu’ à la fin de l’élevage (3,2 log UFC/g). Par contre, le comptage des flores révèle une charge de flore lactique inférieure à celle des entérobactéries à la mise en place mais juste après ; elle a commencé à augmenter pour égaler en charge celle des entérobactéries à J7. Après la première semaine d’âge, elle est devenue plus importante et demeurée supérieure à la charge des entérobactéries jusqu’à la fin de l’élevage. L’inversion de la colonisation de la masse intestinale en faveur de la flore lactique des sujets du lot expérimental à J7, semble être conséquente à l’effet de l’association des deux probiotiques additionnés à l’aliment. Cette situation est probablement due à l’effet barrière qui apparaît précocement à J7 alors qu’il a été mis en évidence par la supplémentation d’un seul probiotique (Pediococcus acidilactici), à J14 par Vittorio et al (2005) et à J19 dans nos travaux antérieurs (Djezzar et al 2013). Des similitudes ont été observées dans les travaux de Fanelli et al (2015) où l’ajout de S. cerevisiae à l’aliment chez le poulet de chair a dû entrainer une augmentation des comptages des levures et lactobacilles et une réduction des entérobactéries dans l’intestin des poulets.

Une étude menée par Chang et al (2000) a montré aussi une réduction de Campylobacter jejuni induite par l’apport alimentaire d’un mélange de lactobacilles dans des modèles simulés de tube digestif du poulet. De même, l’administration du produit probiotique multispécifique contenant des Entérocoques, des Pédiocoques, des Lactobacilles et des Bifidobacterium a réduit la colonisation caecale de C. jejuni chez les poulets de chair (Ghareeb et al 2012).

Il a été rapporté aussi que la croissance de Salmonella enteritidis était fortement réduite in vitro en présence d’un mélange de Lactobacillus crispatus et de Clostridium lactatifermentansà pH 5,8 (Van Der Wielen et al 2002). Line et al (1998) ont enregistré, chez des poussins nourris avec un aliment additionné de Saccharomyces boulardii, une réduction significative (P <0,05) de la colonisation par les salmonelles, après un challenge avec 3,2 x 108UFC/ g de Salmonella typhimurium et de 6,5 × 108UFC/g de Campylobacter jejuni, en administration orale. In vitro, la levure Saccharomyces cerevisiae a eu un effet positif sur les propriétés probiotiques des bactéries lactiques (Bacillus subtilis, Lactococcuslactis et Lactobacillus plantarum) (Zoumpourtikoudi et al 2018).

A partir de ces résultats, nous pouvons déduire l’existence d’un effet potentialisateur de Saccharomyces cerevisiae sur Pediococcus acidilactici visant à atténuer l’effet alcalinisant probable des saponines de Yucca schidigera sur la flore lactique. Ainsi, le pH demeurant bas, l’exclusion compétitive entre les deux flores, entérobactéries et lactique, serait alors favorable à ces dernières. Cependant, les travaux de Wang J P et al (2011), portant sur des poules pondeuses, ont montré que l’association de l’extrait de Yucca schidigera avec l’acide caprylique n’a eu aucun effet sur la croissance des lactobacilles mais a réduit la prolifération d’Escherichia coli. Cet effet semble s’expliquer par l’ajout de l’acide caprylique au régime qui induit une diminution du pH gastro-intestinal, défavorable à la croissance des bactéries potentiellement pathogènes (E. coli). En effet, selon Wang Y et al (2000), les saponines stéroïdes de Yucca schidigera inhibent la croissance de Streptococcus bovis ainsi que d’autres bactéries du rumen (Prevotella bryantii et Ruminobacter amylophilus). L’effet inhibiteur des saponines de Yucca schidigera vis-à-vis des microbes du rumen a aussi été rapporté par Wallace et al (2004).

Tableau 4. Effet des probiotiques sur la flore lactique
Age /Lots Flore lactique (Log UFC/g) Différences
significatives
Témoin Expérimental
J1 5,50 5,50 NS
J7 2,90 5,60 <0.05
J15 5,33 6,29 NS
J28 5,33 6,09 NS
J35 5,14 6,22 NS
J42 6,35 6,34 NS
J52 3,43 4,52 NS
NS: non significatif avec P > 5 %


Tableau 5. Effet des probiotiques sur les entérobactéries
Age /Lots Entérobactéries (Log UFC/g) Différences
significatives
Témoin Expérimental
J1 6,50 6,70 NS
J7 2,50 5,60 <0.05
J15 5,80 5,31 NS
J28 6,19 4,63 <0.05
J35 4,22 4,40 NS
J42 4,95 4,12 NS
J52 3,15 3,19 NS
NS: non significatif avec P > 5 %


Lot Témoin
Lot Expérimental
Figure 2. Evolution de la flore lactique et des entérobactéries chez les deux lots
Coût du traitement

Le coût total des traitements (antibiotiques) administrés aux animaux du lot T durant toute la durée de l’élevage s’élève à 27,4 dinars algériens / poussin, alors que celui relatif aux 2 probiotiques additionnés à l’aliment du lot E s’élève à 14,4 dinars algériens / poussin. On remarque clairement que le coût des traitements médicamenteux est plus onéreux que celui des probiotiques.


Conclusion et perspectives


Références bibliographiques

Atela J A, Mlambo V and Mnisi C V 2018 A multi-strain probiotic administered via drinking water enhances feed conversion efficiency and meat quality traits in indigenous chickens. Animal Nutrition xxx, 1-6. https://reader.elsevier.com/reader/sd/pii/S2405654518300726?token=3776E17237D08E028F7BDA1D8CE38E640050D625B85652887E5D75A0029CCAE6983FA823C5E85EA5FA4EA19969CA56EA .

Awaad M H H, Afify M A, Zouel-Fakar S A, Shalaby B, Chevaux E, Delforge J, Dussert L et Khettou M 2005 Effets de l’addition de Pediococcus acidilactici sur l’infection à Escherichia coli et sur la colonisation par Clostridium perfringens et Salmonella typhimurium chez le poulet. Sixièmes Journées de la Recherche Avicole, St Malo, 30 et 31 mars 2005. http://www.journees-de-la-recherche.org/JRA/Contenu/Archives/6_JRA/qualite/Q49-DUSSERT-CD.pdf

Awad W A, Ghareeb K, Abdel-Raheem S and Böhm J 2009 Effects of dietary inclusion of probiotic and synbiotic on growth performance, organ weights, and intestinal histomorphology of broiler chickens. Poult. Sci. 88: 49-56. https://academic.oup.com/ps/article/88/1/49/1487480

Balamuralikrishnan B, Lee S I and Kim I H 2017 Dietary inclusion of different multi-strain complex probiotics: effects on performance in broilers. British Poultry Science, 58:1, 83-86. https://www.tandfonline.com/doi/full/10.1080/00071668.2016.1257112?scroll=top&needAccess=true

Chang M H and Chen T C 2000 Reduction of Campylobacter jejuni in a Simulated Chicken. Digestive Tract by Lactobacilli Cultures. Journal of Food Protection, Vol. 63, No. 11, 2000, Pages 1594–1597. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11079707

Chavez L A, López A et Parra J E 2016 Utilisation d'Enterococcus faecium pour améliorer les paramètres de production chez les poulets de chair. Rev. Med. Vétérinaire Zoot.63 (2):113-123.

Djezzar R, Benamirouche K, Baazize-Ammi D, Khoubai A, Merrouki A, Maghni E and Guetarni D 2013 Impact of Dietary supplementation with Pediococcus acidilactici and sanitary performances of broilers in Algeria. Research journal of poultry science, 5 4-6 54-59. http://www.scopemed.org/?mno=32461

Djezzar R, Benamirouche K, Baazize-Ammi D, Ramdane M-S and Guetarni D 2014 2014 Effect of a dietary supplementation combining a probiotic and a natural anticoccidial in broiler chickens. African Journal of Agricultural Research.Vol.9, pp 3782-3788. https://www.norfeed.net/wp-content/uploads/2017/05/effect-of-a-dietary-supplementation-combining-a-probiotic-and-natural-anticoccidial-in-broiler-chickens.pdf

Dorman H J and Deans S G 2000 Antimicrobial agents from plants: antibacterial activity of plant volatile oils. Journal of Applied Microbiology, 88: 308–316. https://onlinelibrary.wiley.com/doi/full/10.1046/j.1365-2672.2000.00969.x?sid=nlm%3Apubmed

Fanelli A, Agazzi A, Alborali G-L, Pilotto A, Bontempo V, Dell’orto V, Demey V, Caputo J-M and Savoini G 2015 Prevalence reduction of pathogens in poultry fed with Saccharomyces cerevisiae. Biotechnol. Agron. Soc. Base, Vol 19 (1), 3-10. https://air.unimi.it/retrieve/handle/2434/485756/808028/Agazzi%20et%20al.%20BASE%202015.pdf

Ghareeb K, Awad WA, Mohnl M, Porta R, Biarnés M, Böhm J and Schatzmayr G 2012 Evaluating the efficacy of an avian-specific probiotic to reduce the colonization of Campylobacter jejuni in broiler chickens. Poultry Science, Vol 91, Issue 8, pp1825-1832. https://academic.oup.com/ps/article/91/8/1825/1550791

Higgins J P, Higgins S E, Wolfenden A D, Hendersen S N, Torres-Rodriguez A, Vicente J L, Hargis B M and Tellez G 2010 Effect of lactic acid bacteria probiotic culture treatment timing on Salmonella enteridis in neonatal broilers. Poult. Sci. 89 (2):243-247. https://academic.oup.com/ps/article/89/2/243/1547738

Kalavathy R, Abdullahi N, Jalaludin S and Ho Y W 2003 Effects of Lactobacillus cultures on growth performance, abdominal fat deposition, serum lipids and weight of organs of broiler chickens. Br Poult Sci; Vol 44, pp 139–144. https://www.tandfonline.com/doi/pdf/10.1080/0007166031000085445?needAccess=true

Ledezma-Torres R, Posadas-Cantú A, Espinosa-Leija R, Hernández-Escareño J J, Fimbres-Durazo H, Riojas-Valdés V M, Santoyo de Estefano F A and Picón-Rubio F J 2015 Effect of adding differentlevels of probiotics to broiler´ diets on gastrointestinal tract development and production performance. African Journalof Microbiology Research, Vol.9 (12), pp.892-897. https://academicjournals.org/article/article1427473314_Ledezma-Torres%20et%20al.pdf

Line J Eric, Bailey S, Cox N A, Stern N J and Tompkins T 1998 Effect of Yeast-Supplemented Feed on Salmonella and Campylobacter Populations in broilers.Poultry Sci.77, 405-410.

Manafi M, Hedayati M and Mirzaie S 2018 Probiotic Bacillus species and Saccharomyces boulardii improve performance, gut histology and immunity in broiler chickens. South African Journal of Animal Science, Vol 48 (2), pp 379-389. https://www.ajol.info/index.php/sajas/article/view/166212

Mountzouris K C, Tsirtsikos P, Kalamara E, Schatzmayr G and Fegeros K 2007 Evaluation of the efficacy of a probiotic containing Lactobacillu s, Bifidobacterium, Enterococcus, and Pediococcus strains in promoting broiler performance and modulating cecalmicroflora composition and metabolic activities. Poult. Sci., vol. 86 p, 309-317. http://www.scielo.org.za/pdf/sajas/v48n2/19.pdf

Niderkorn V, Morgavi D P, Aboab B, Lemaire M and Boudra H 2009 Cell wall component and mycotoxin moieties involved in the binding of fumonisin B1 and B2 by lactic acid bacteria. J ApplMicrobiol. 106(3):977-85. https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-00360818v2/document

Simon O, Jadamus A and Vahjen W 2001 Probiotic feed additives –effectiveness and expected modes of action. J Anim Feed Sci10: 51-67. file:///C:/Users/lm/Downloads/Probiotic%20feed%20additives.pdf

Touraki M 2018 Interactions among yeast and probiotic bacteria enhance probiotic properties and metabolism offering augmented protection to Artemia franciscana against Vibrio anguillarum. Microbial Pathogenesis, V 125, Pages 497-506.https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0882401018311367?via%3Dihub

Trufanov O V, Kotyk A M and Bozhok L V 2008 Effect of probiotic preparation based on Bacillus subtilis (BPS-44) in experimental mycotoxicoses of chickens. Mikrobiol Z.70(1):52-8 https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18416155

Truszczyński M and Pejsak Z 2006 The effect of using antibiotics in animals on the resistance of pathogenic bacteria to humans. Med Veter, 62: 1339-1343.

Van der Wielen P W, Lipman L J, van Knapen F and Biesterveld S 2002 Competitive exclusion of Salmonella entericaserovarEnteritidis by Lactobacillus crispatus and Clostridium lactatifermentans in a sequencing fed-batch culture. Appl Environ Microbiol 68:555–559. doi:10.1128/AEM.68.2.555-559.2002

Vandeplas S, Dubois Dauphin R, Thiry C, Beckers Y, Welling G W, Thonart P and Théwis A 2009 Efficiency of a Lactobacillus plantarum-xylanase combination on growth performances, microflora populations, and nutrient digestibilities of broilers infected with Salmonella typhimurium. Poultry Science, Vol 88, 1643-1654.

Vittorio S A, Mauro F, Carla B, Giovanna D, Giovanni S et Chevaux E 2005 Effets de l'addition de Pediococcus acidilactici dans la ration de poulets de chair sur les performances zootechniques et la microflore intestinale. 6èmes Journées de la Recherche Avicole, St Malo (FRA), 208-211. http://www.levucell.ch/franz/bactogefluegel/3.pdf

Wallace R J 2004 Antimicrobial properties of plant secondary metabolites. Proceedings of Nutrition Society, Vol 63, 621-629. https://www.cambridge.org/core/services/aop-cambridge-core/content/view/99A4F47D5112BDC149C43B9684D19671/S0029665104000837a.pdf/antimicrobial_properties_of_plant_secondary_metabolites.pdf

Wang J P and Kim I H 2011 Effect of caprylic acid and Yucca schidigera extract on production performance, egg quality, blood characteristics, and excreta microflora in laying hens. British Poultry Science, Vol52, (6), 711-717. https://www.tandfonline.com/doi/full/10.1080/00071668.2011.635638?scroll=top&needAccess=true

Wang Y, McAllister T A, Yanke L J and Cheeke P R 2000 Effect of steroidal saponin from Yucca schidigera extract on ruminal microbes. J. Appl. Microbiol.,Vol88, n°5,887-896. https://onlinelibrary.wiley.com/doi/epdf/10.1046/j.1365-2672.2000.01054.x


Received 22 March 2019; Accepted 12 June 2019; Published 2 July 2019

Go to top